Difference between revisions of "Team:Pasteur Paris/Microbiology week6"

 
(12 intermediate revisions by 2 users not shown)
Line 46: Line 46:
 
   padding-top:1%;
 
   padding-top:1%;
 
         margin-left:10%;
 
         margin-left:10%;
 +
}
 +
 +
h6 {
 +
display : block;
 +
font-family: 'Oswald', Arial, sans-serif;
 +
line-height : 1.5;
 
}
 
}
  
Line 229: Line 235:
 
<p><h3><B>July 11, 2016: </B></h3></p>
 
<p><h3><B>July 11, 2016: </B></h3></p>
 
     <p>
 
     <p>
−
         <a href="#exp1"><h4> 74.Culture of BL21DE3 </h4></a></br>  
+
         <a href="#exp1"><h4> 74. Culture of BL21DE3 </h4></a></br>  
 
         <a href="#exp2"><h4> 75. Dephosphorylation of pET43.1a(+)</h4></a></br>
 
         <a href="#exp2"><h4> 75. Dephosphorylation of pET43.1a(+)</h4></a></br>
 
         <a href="#exp3"><h4> 76. Digestion of the new inserts</h4></a></br>  
 
         <a href="#exp3"><h4> 76. Digestion of the new inserts</h4></a></br>  
 
         <a href="#exp4"><h4> 77. Electrophoresis on agarose gel</h4></a></br>  
 
         <a href="#exp4"><h4> 77. Electrophoresis on agarose gel</h4></a></br>  
 
         <a href="#exp5"><h4> 78. Ligation of the inserts</h4></a></br>  
 
         <a href="#exp5"><h4> 78. Ligation of the inserts</h4></a></br>  
−
        <a href="#exp6"><h4> 79. Transformation of competent cells</h4></a></br>  
+
        <a href="#exp6"><h4> 79. Transformation of competent cells</h4></a></br>  
 
     </p>
 
     </p>
 
<p><h3><B>July 12, 2016:  </B></h3></p>
 
<p><h3><B>July 12, 2016:  </B></h3></p>
Line 255: Line 261:
 
           <figcaption>   
 
           <figcaption>   
 
             <p>
 
             <p>
−
                 <U> Aim:</U>Make a growth curve and induce the production of protein. We will start producing our protein in bacterial cells. In order to do that we need to have an idea of the growth profile of the cells with this construct inside. This will determine at what time we can induce the expression of our protein.</br></br>
+
                 <h6><U> Aim:</U></h6> Make a growth curve and induce the production of protein. We will start producing our protein in bacterial cells. In order to do that we need to have an idea of the growth profile of the cells with this construct inside. This will determine at what time we can induce the expression of our protein.</br></br>
−
                 <U> Protocol:</U> follow in this <a href="https://2016.igem.org/Team:Pasteur_Paris/Science">link</a></br></br>
+
                 <h6><U> Protocol:</U></h6> follow in this <a href="https://static.igem.org/mediawiki/2016/a/a4/T--Pasteur_Paris--Protein_induction_protocol.pdf">link</a></br></br>
−
                 <U>What we did in the lab:</U></br>
+
                 <h6><U>What we did in the lab:</U></h6></br>
−
                 <U>Materials:</U></br>
+
                 <h6><U>Materials:</U></h6>
−
                 • Erlenmeyer flasks 250 ml capacity, IPTG (Iso-propyl Beta thio galactopyranoside) 0.5 M, LB media, carbenicillin at 50 mg/ml, shaking incubator (Infors HT), spectrophotometer.</br></br>
+
                 &bull; Erlenmeyer flasks 250 ml capacity <br />
 +
&bull; IPTG (Iso-propyl &beta; thio-galactopyranoside) 0.5 M <br />
 +
&bull; LB media, carbenicillin at 50 mg/ml <br />
 +
&bull; Shaking incubator (Infors HT) <br />
 +
&bull; Spectrophotometer.</br></br>
  
−
               <U>Method:</U></br>
+
               <h6><U>Method:</U></h6>
−
                   1. 2 x 250 ml Erlenmeyer, put 25 ml of LB and 25 µl of carbenicillin at 50 mg/ml</br>
+
                   1. 2 x 250 ml Erlenmeyer, put 25 ml of LB and 25 &#181;l of carbenicillin at 50 mg/ml</br>
 
                     2.  then add in one colony of BL21DE3 pLys S with C2 1.2 and in the other flask add one with C 1.1</br>
 
                     2.  then add in one colony of BL21DE3 pLys S with C2 1.2 and in the other flask add one with C 1.1</br>
 
                     3.  put them 1 hour at 37°C and 180 RPM</br>
 
                     3.  put them 1 hour at 37°C and 180 RPM</br>
 
                     4.  Store the master plate (reference) at -4°C and make a copy plate grown at 37°C, then stored at 4°C.</br>
 
                     4.  Store the master plate (reference) at -4°C and make a copy plate grown at 37°C, then stored at 4°C.</br>
−
                     5.  Measure absorbance at 600nm to make a growth curve (utrospec 3100 pro) using plain platic cuvettes, 1 cm path length.
+
                     5.  Measure absorbance at 600 nm (Abs<sub>600 nm</sub>) to make a growth curve (Ultrospec 3100 pro, GE Lifesciences) using plain plastic cuvettes, 1 cm path length.
 
                     </br></br>
 
                     </br></br>
  
 
                     <table>
 
                     <table>
 +
<caption align="bottom" align="center"><i><p> <U>Table 52</U></p></i></caption>
 
                       <thead>
 
                       <thead>
 
                         <tr>
 
                         <tr>
 
                           <th>Time</th>
 
                           <th>Time</th>
−
                           <th>C2 1.1 Abs600nm</th>
+
                           <th>C2 1.1 Abs<sub>600 nm</sub></th>
−
                           <th>C2 1.2 Abs600nm</th>
+
                           <th>C2 1.2 Abs<sub>600 nm</sub></th>
  
 
                         </tr>
 
                         </tr>
Line 280: Line 291:
 
                       <tbody>
 
                       <tbody>
 
                         <tr>
 
                         <tr>
−
                           <td><strong><p>13h59</p></strong></td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>13h59</p></strong></td>
−
                           <td>0.128</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.128</td>
−
                           <td>0.044</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.044</td>
 
                         </tr>
 
                         </tr>
 
                         <tr>
 
                         <tr>
−
                           <td><strong>14h25 </strong></td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center"><strong>14h25 </strong></td>
−
                           <td>0.168</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.168</td>
−
                           <td>0.095</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.095</td>
  
 
                         </tr>
 
                         </tr>
 
                         <tr>
 
                         <tr>
−
                           <td><strong>14h50</strong></td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center"><strong>14h50</strong></td>
−
                           <td>0.282</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.282</td>
−
                           <td>0.188</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.188</td>
 
                         </tr>
 
                         </tr>
 
                         <tr>
 
                         <tr>
−
                           <td><strong>15h17</strong></td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center"><strong>15h17</strong></td>
−
                           <td>0.387</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.387</td>
−
                           <td>0.262</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.262</td>
 
                         </tr>         
 
                         </tr>         
 
                         <tr>
 
                         <tr>
−
                           <td><strong>15h32</strong></td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center"><strong>15h32</strong></td>
−
                           <td>0.722</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.722</td>
−
                           <td>0.620</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.620</td>
 
                         </tr>
 
                         </tr>
 
                           <tr>
 
                           <tr>
−
                           <td><strong>16h07 </strong></td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center"><strong>16h07 </strong></td>
−
                           <td></td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center"></td>
−
                           <td>50,675</td>
+
                           <td align = "center"; valign = "center">0.675</td>
 
                         </tr>
 
                         </tr>
 
                       </tbody>
 
                       </tbody>
−
                     </table>
+
                     </table></br></br>
−
                  <center> Table 35</center>
+
−
                    </br></br></br>
+
  
 
                     1.  When absorbance reached 0.7, we added IPTG at 0.5 mM to induce the production of protein</br>
 
                     1.  When absorbance reached 0.7, we added IPTG at 0.5 mM to induce the production of protein</br>
Line 320: Line 329:
  
 
                     2.  We let the induction proceed during 3 hours at 37°C and 180 RPM
 
                     2.  We let the induction proceed during 3 hours at 37°C and 180 RPM
−
                     Measure of absorbance: ODC2 1.1= 0.865, ODC2 1.2 =0.846</br></br>
+
                     Measure of absorbance: OD<sub>600 nm</sub> C2 1.1= 0.865, OD<sub>600 nm</sub> C2 1.2 =0.846</br></br>
−
                     <U>Results: </U>Our experiment failed because the agitation was stopped ! (Someone unfortunately either didn't restart the incubator shaking mode or programmed a small time on the shaker's timer by error). We pelleted 1 ml of each culture (3 min at 6800 g) and stored at -20°C. The Erlenmeyer content was pelleted too (5 min at 4500 RPM) and stored at -80°C. </U></br>
+
                     <h6><U>Results:</U></h6> Our experiment failed because the agitation was stopped ! (Someone unfortunately either didn't restart the incubator shaking mode or programmed a small time on the shaker's timer by error). We pelleted 1 ml of each culture (3 min at 6800 g) and stored at -20°C. The Erlenmeyer content was pelleted too (5 min at 4500 RPM) and stored at -80°C. </U></br>
−
                     In the meanwhile, during the growth curve experiment, we performed all the steps for the transformation of the new versions of our inserts synthesized bu iDT.</U></br>
+
                     In the meanwhile, during the growth curve experiment, we performed all the steps for the transformation of the new versions of our inserts synthesized by IDT.</U></br>
−
                     We indeed decided to resynthetize our inserts, such that it had a few improvements, namely that now it'll depend on the vector's promoter, the linker regions had less GC content, and were shortened. We will refer to these constructs as X.V2.
+
                     We indeed decided to re-synthesized our inserts, such that it had a few improvements, namely that now it'll depend on the vector's promoter, the linker regions had less GC content, and were shortened. We will refer to these constructs as X.V2.<br />
−
 
+
<br /><br /><br />
−
 
+
 
             </p>
 
             </p>
 
         </figcaption>
 
         </figcaption>
Line 337: Line 345:
 
           <figcaption>   
 
           <figcaption>   
 
             <p>
 
             <p>
−
                 <U> Aim:</U>after the digestion we dephosphorylate It to prevent that pET43.1 binds without the insert.</br></br>
+
                 <h6><U> Aim:</U></h6> After the digestion we dephosphorylated it to prevent that pET43.1 to religate without the insert.</br></br>
−
                 <U> Protocol:</U> follow in this <a href="https://2016.igem.org/Team:Pasteur_Paris/Science">link</a></br></br>
+
                 <h6><U> Protocol:</U></h6> follow in this <a href="https://static.igem.org/mediawiki/2016/c/c0/T--Pasteur_Paris--dephosphorylation_protocol.pdf">link</a></br></br><br />
−
                 <U>What we did in the lab:</U></br>
+
                 <h6><U>What we did in the lab:</U></h6></br>
−
                 <U>Method:</U></br>
+
                 <h6><U>Method:</U></h6>
 
                 In a 1 ml Eppendorf, we put:  </br>
 
                 In a 1 ml Eppendorf, we put:  </br>
−
                     - 25 µl of pET43.1 (3 µg/50 µl)  </br>
+
                     - 25 &#181;l of pET43.1 (3 &#181;g/50 &#181;l)  </br>
−
                     - 2 µl of buffer Cutsmart 10X  </br>
+
                     - 2 &#181;l of buffer Cutsmart 10X  </br>
−
                     - 1 µl of SAP  </br>
+
                     - 1 &#181;l of SAP  </br>
  
−
                     TOTAL = 28 µl </br>
+
                     TOTAL = 28 &#181;l </br>
−
                     </br>
+
                     </br><br /><br />
  
 
             </p>
 
             </p>
Line 360: Line 368:
 
           <figcaption>   
 
           <figcaption>   
 
             <p>
 
             <p>
−
                 <U> Aim:</U>Make the inserts fitted to the plasmid</br></br>
+
                 <h6><U> Aim:</U></h6>Integrate the inserts into the plasmid</br></br>
−
                 <U> Protocol:</U> follow of July 7, 2016
+
                 <h6><U> Protocol:</U></h6>follow in this <a href="https://static.igem.org/mediawiki/2016/a/ab/T--Pasteur_Paris--Restriction_digestion_protocol.pdf">link</a></br></br>
−
 
+
<br /><br /><br />
 
             </p>
 
             </p>
 
         </figcaption>
 
         </figcaption>
Line 374: Line 382:
 
           <figcaption>   
 
           <figcaption>   
 
             <p>
 
             <p>
−
                 <U> Aim:</U>Purify the inserts digested (C1/C2/B1/B2) and the plasmid before the ligation.</br></br>
+
                 <h6><U> Aim:</U></h6> Purify the digested inserts  (C1/C2/B1/B2) and the plasmid before the ligation.</br></br>
−
                 <U> Protocol:</U> follow in this <a href="https://2016.igem.org/Team:Pasteur_Paris/Science">link</a></br></br>
+
                 <h6><U>Protocol:</U></h6> follow in this <a href="https://static.igem.org/mediawiki/2016/6/60/T--Pasteur_Paris--Gel_electrophoresis_protocol.pdf">link</a></br></br><br />
−
                 <U>What we did in the lab:</U></br>
+
                 <h6><U>What we did in the lab:</U></h6></br>
−
                 <U>Method:</U></br>
+
                 <h6><U>Method:</U></h6>
−
                     1.  make an agarose gel</br>
+
                     1.  make a 0.7% agarose gel</br>
 
                     2.  do an electrophoresis following the deposit table</br></br>
 
                     2.  do an electrophoresis following the deposit table</br></br>
  
Line 391: Line 399:
 
                     Gel mass: B1: 304 mg</br>    B2: 382 mg</br>    C1: 378 mg</br>    C2: 451 mg</br>
 
                     Gel mass: B1: 304 mg</br>    B2: 382 mg</br>    C1: 378 mg</br>    C2: 451 mg</br>
  
−
 
+
<br /><br /><br />
 
             </p>
 
             </p>
 
         </figcaption>
 
         </figcaption>
Line 402: Line 410:
 
           <figcaption>   
 
           <figcaption>   
 
             <p>
 
             <p>
−
                 <U> Aim:</U>TPrepare our plasmids for the transformation.</br></br>
+
                 <h6><U> Aim:</U></h6> To Prepare our plasmids for the transformation.</br></br>
−
                 <U> Protocol:</U> follow in this <a href="https://2016.igem.org/Team:Pasteur_Paris/Science">link</a></br></br>
+
                 <h6><U> Protocol:</U></h6> follow in this <a href="https://static.igem.org/mediawiki/2016/6/6f/T--Pasteur_Paris--Ligation_protocol.pdf">link</a></br></br>
−
                 <U>What we did in the lab:</U></br>
+
                 <h6><U>What we did in the lab:</U></h6></br>
  
−
                 <U>Method:</U></br>
+
                 <h6><U>Method:</U></h6>
 
                 For each insert, we make two samples.</br></br>
 
                 For each insert, we make two samples.</br></br>
−
 
−
 
 
                   <table>
 
                   <table>
 +
<caption align="bottom" align="center"><i><p> <U>Table 53</U></p></i></caption>
 
                     <thead>
 
                     <thead>
 
                       <tr>
 
                       <tr>
Line 420: Line 427:
 
                     <tbody>
 
                     <tbody>
 
                       <tr>
 
                       <tr>
−
                         <td><strong><p>DNA (200 ng)</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>DNA (200 ng)</p></strong></td>
−
                         <td>4 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">4 &#181;l</td>
−
                         <td>4 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">4 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                       <tr>
 
                       <tr>
−
                         <td><strong><p>Insert B1/B2/C1/C2 (version 2)</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>Insert B1/B2/C1/C2 (version 2)</p></strong></td>
−
                         <td>4 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">4 &#181;l</td>
−
                         <td>12 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">12 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                       <tr>
 
                       <tr>
−
                         <td><strong><p>T4 ligase</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>T4 ligase</p></strong></td>
−
                         <td>1 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">1 &#181;l</td>
−
                         <td>1 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">1 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                       <tr>
 
                       <tr>
−
                         <td><strong><p>Buffer 10x</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>Buffer 10X</p></strong></td>
−
                         <td>2 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">2 &#181;l</td>
−
                         <td>2 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">2 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                     <tr>
 
                     <tr>
−
                         <td><strong><p>H20</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>H<sub>2</sub>0</p></strong></td>
−
                         <td>9 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">9 &#181;l</td>
−
                         <td>1 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">1 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                     <tr>
 
                     <tr>
−
                         <td><strong><p>TOTAL</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>TOTAL</p></strong></td>
−
                         <td>20 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">20 &#181;l</td>
−
                         <td>20 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">20 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                     </tbody>
 
                     </tbody>
−
                   </table>
+
                   </table><br /><br />
−
                  <center>Table</center>
+
                   </br></br></br>             
−
                   </br></br></br>            </p>
+
</p>
 
         </figcaption>
 
         </figcaption>
 
     </figure>
 
     </figure>
Line 462: Line 469:
 
           <figcaption>   
 
           <figcaption>   
 
             <p>
 
             <p>
−
                 <U> Aim:</U>put our plasmids in competent cells to have multiplication of our plasmid.  </br></br>
+
                 <h6><U> Aim:</U></h6> Transform our plasmids into competent cells to amplify the DNA.  </br></br>
−
                 <U> Protocol:</U> follow in this <a href="https://2016.igem.org/Team:Pasteur_Paris/Science">link</a></br></br>
+
                 <h6><U> Protocol:</U></h6> follow in this <a href="https://static.igem.org/mediawiki/2016/c/ca/T--Pasteur_Paris--Transformation_protocol.pdf">link</a></br></br><br />
−
                 <U>What we did in the lab:</U></br>
+
                 <h6><U>What we did in the lab:</U></h6></br>
−
                 <U>Method:</U></br>
+
                 <h6><U>Method:</U></h6>
−
                 Moreover, we spread the competent cells from July 7,2016 on petri dish to have new colonies.</br>
+
                 Moreover, we spread the competent cells from July 7,2016 on petri dishes to have new colonies.</br>
 +
<br /><br /><br />
 
             </p>
 
             </p>
 
         </figcaption>
 
         </figcaption>
Line 478: Line 486:
 
           <figcaption>   
 
           <figcaption>   
 
             <p>
 
             <p>
−
                 <U> Aim:</U> As our culture of BL21DE3 doesn’t work we redo exactly the same experiment as yesterday.</br></br>
+
                 <h6><U> Aim:</U></h6> As our culture of BL21DE3 didn’t work we redid exactly the same experiment as yesterday.</br></br>
 
                   <table>
 
                   <table>
 +
<caption align="bottom" align="center"><i><p> <U>Table 54</U></p></i></caption>
 
                     <thead>
 
                     <thead>
 
                       <tr>
 
                       <tr>
Line 489: Line 498:
 
                     <tbody>
 
                     <tbody>
 
                       <tr>
 
                       <tr>
−
                         <td><strong><p>DNA (200 ng)</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>DNA (200 ng)</p></strong></td>
−
                         <td>4 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">4 &#181;l</td>
−
                         <td>4 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">4 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                       <tr>
 
                       <tr>
−
                         <td><strong><p>Insert B1/B2/C1/C2 (version 2)</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>Insert B1/B2/C1/C2 (version 2)</p></strong></td>
−
                         <td>4 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">4 &#181;l</td>
−
                         <td>12 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">12 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                       <tr>
 
                       <tr>
−
                         <td><strong><p>T4 ligase</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>T4 ligase</p></strong></td>
−
                         <td>1 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">1 &#181;l</td>
−
                         <td>1 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">1 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                       <tr>
 
                       <tr>
−
                         <td><strong><p>Buffer 10x</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>Buffer 10X</p></strong></td>
−
                         <td>2 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">2 &#181;l</td>
−
                         <td>2 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">2 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                     <tr>
 
                     <tr>
−
                         <td><strong><p>H20</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>H<sub>2</sub>0</p></strong></td>
−
                         <td>9 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">9 &#181;l</td>
−
                         <td>1 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">1 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                     <tr>
 
                     <tr>
−
                         <td><strong><p>TOTAL</p></strong></td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center"><strong><p>TOTAL</p></strong></td>
−
                         <td>20 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">20 &#181;l</td>
−
                         <td>20 µl</td>
+
                         <td align = "center"; valign = "center">20 &#181;l</td>
 
                       </tr>
 
                       </tr>
 
                     </tbody>
 
                     </tbody>
−
                   </table>
+
                   </table><br /><br />
−
                  <center>Table 38</center>
+
                   </br></br></br>        
−
                   </br></br></br>           </p>
+
 
             </p>
 
             </p>
 
         </figcaption>
 
         </figcaption>
Line 532: Line 540:
 
           <figcaption>   
 
           <figcaption>   
 
             <p>
 
             <p>
−
                 <U> Aim:</U>Check in the bacteria induced by IPTG have producted the protein (weight = 30kDa).</br></br>
+
                 <h6><U> Aim:</U></h6>Check if the bacteria that were induced by IPTG have produced the protein (weight = 30 kDa).</br></br>
−
                 <U> Protocol:</U> follow in this <a href="https://2016.igem.org/Team:Pasteur_Paris/Science">link</a></br></br>
+
       
−
                <U>What we did in the lab:</U></br>
+
                 <h6><U>What we did in the lab:</U></h6></br>
−
                 <U>Materials:</U></br>
+
                 <h6><U>Materials:</U></h6>
−
                 • mini protean TGX 4-15% precast gels (bioRad)</br>
+
                 &bull; mini protean TGX 4-15% precast gels (BioRad)</br>
−
                 • TG5 Buffer 10X</br>
+
                 &bull; TGS Buffer 10X</br>
−
                 • Cuve</br>
+
                 &bull; Electrophoresis chamber</br>
−
                 • Samples of our culture </br></br>
+
                 &bull; Samples of our culture </br></br>
−
                 C2 1.1 (-) IPTG</br>
+
                 &bull; C2 1.1 (-) IPTG</br>
−
                 C2 1.1 (+) IPTG</br>
+
                 &bull; C2 1.1 (+) IPTG</br>
−
                 C2 1.2 (-) IPTG</br>
+
                 &bull; C2 1.2 (-) IPTG</br>
−
                 C2 1.2 (+) IPTG</br>
+
                 &bull; C2 1.2 (+) IPTG</br>
  
  
−
                 <U>Method:</U></br>
+
                 <h6><U>Method:</U></h6>
−
                 1.  Put the gel in the cuve, take off the green parts</br>
+
                 1.  Put the gel in the electrophoresis chamber, take off the green parts off the gel before</br>
−
                 2.  Fill the cuve with the buffer</br>
+
                 2.  Fill the chamber with the buffer 1X</br>
 
                 3.  Follow the deposit table:</br>
 
                 3.  Follow the deposit table:</br>
−
                 L1: 8 µl ladder protein Thermofisher</br>
+
                 L1: 8 &micro;l ladder protein Thermofisher (PAGE Ruler plus)</br>
−
                 L3: 17 µl of C2 1.1 (-) IPTG</br>
+
                 L3: 17 &micro;l of C2 1.1 (-) IPTG</br>
−
                 L6: 17 µl of C2 1.1 (+) IPTG</br>
+
                 L6: 17 &micro;l of C2 1.1 (+) IPTG</br>
−
                 L8: 17 µl of C2 1.2 (-) IPTG</br>
+
                 L8: 17 &micro;l of C2 1.2 (-) IPTG</br>
−
                 L10: 17 µl C2 1.2 (+) IPTG</br></br>
+
                 L10: 17 &micro;l C2 1.2 (+) IPTG</br></br>
  
 
                 In each eppendorg we added: </br>
 
                 In each eppendorg we added: </br>
−
                 - 10 µl of protein solution</br>
+
                 - 10 &micro;l of protein solution</br>
−
                 - 10 µl of laemli 2X</br>
+
                 - 10 &micro;l of laemli 2X</br>
−
                 Heat the samples at 95°C for 5 min to denaturate the protein</br>
+
                 Heat the samples at 95°C for 5 min to denature the protein</br>
 
                 4.  start of migration at 130 V</br>
 
                 4.  start of migration at 130 V</br>
 
                 5.  Stop the migration about one hour later</br>
 
                 5.  Stop the migration about one hour later</br>
 
                 6.  Open the plastic content to get back the gel</br>
 
                 6.  Open the plastic content to get back the gel</br>
−
                 7.  Wash three times five minutes in distilled H20</br>
+
                 7.  Wash three times five minutes in distilled H<sub>2</sub>0</br>
 
                 8.  Fill a cuve with Bleu de Coomassie and let color the gel during 30 minutes. Let one hour more if required</br>
 
                 8.  Fill a cuve with Bleu de Coomassie and let color the gel during 30 minutes. Let one hour more if required</br>
−
                 9.  Wash distilled H20 until the bands appear</br></br>
+
                 9.  Wash distilled H<sub>2</sub>0 until the bands appear</br></br>
  
−
               <U> Results:</U></br>
+
               <h6><U> Results:</U></h6>
−
                 It seems to have a slight band for C2 11 (+) IPTG that could be our protein but this band doesn’t appear in C2 1.2 (+) IPTG. We decided to let it the whole weekend in distilled H20 to analyze the bands.</br></br>
+
                 It seems to have a slight band for C2 11 (+) IPTG that could be our protein but this band doesn’t appear in C2 1.2 (+) IPTG. We decided to let it the whole weekend in distilled H<sub>2</sub>0 to analyze the bands.</br>
 +
</br><br /><br />
  
 
             </p>
 
             </p>
Line 580: Line 589:
 
           <figcaption>   
 
           <figcaption>   
 
             <p>
 
             <p>
−
                 <U> Aim:</U>get back the plasmid fro the cultures made on the July 11, 2016.</br></br>
+
                 <h6><U> Aim:</U></h6> To get back the plasmid from the cultures made on the July 11, 2016.</br></br>
−
                 <U> Protocol:</U> follow in this <a href="https://2016.igem.org/Team:Pasteur_Paris/Science">link</a></br></br>
+
                 <h6><U> Protocol:</U></h6> follow in this <a href="https://static.igem.org/mediawiki/2016/d/d5/T--Pasteur_Paris--Miniprep_protocol.pdf">link</a></br></br>
−
                 <U>What we did in the lab:</U></br>
+
                 <h6><U>What we did in the lab:</U></h6></br>
−
                 <U>Method:</U></br>
+
                 <h6><U>Method:</U></h6>
−
                 Once, the DNA is pelleted let the Eppendorf open to evacuate ethanol (all the week-end).</br>
+
                 Once, the DNA has been pelleted let the Eppendorf open to evacuate the ethanol (all the week-end).</br>
 
             </p>
 
             </p>
 
         </figcaption>
 
         </figcaption>

Latest revision as of 00:48, 20 October 2016